Entschlüsselung der Diversität an Orten zur Diversifizierung der Mehltauresistenz bei Erbsen

Wissenschaftliche Berichte Band 12, Artikelnummer: 16037 (2022) Diesen Artikel zitieren

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Eine Autorenkorrektur zu diesem Artikel wurde am 06. Dezember 2022 veröffentlicht

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Ziel der landwirtschaftlichen Biotechnologie ist es, die Feldfrüchte, die die Hälfte der Weltbevölkerung ernähren, durch die Verbesserung ihrer agronomischen Eigenschaften mithilfe verschiedener biotechnologischer Instrumente zu untersuchen. Erbsen – eine wichtige Nutzpflanze, reich an Nährstoffen, aber häufig mit Mehltau (einer durch Erysiphe pisi verursachten Pilzkrankheit) infiziert, der die gesamte Ernte zerstört und den Erzeugern wirtschaftliche Verluste verursacht. Wir haben diese Forschung daher darauf ausgerichtet, die pathogenresistenten Erbsenlinien zu finden und die Vielfalt am Ort unter den resistenten Erbsenlinien weiter zu entschlüsseln. Das Screening auf resistente Erbsenlinien wurde mit Erysiphe pisi-Isolaten (Genebank-Einreichung: KX455922.1) unter Nettohaus- und Gewächshausbedingungen durchgeführt. Molekulare Studien ergaben, dass das Erysiphe-Resistenzgen (er1) in 40 der 50 ausgewählten Erbsenlinien vorhanden war und der Mutationscharakter auf bis zu 36 Genotypen mit 11 Haplotypgruppen übertragen wurde. Die Haplotyp-(Gen-)Diversität (Hd) betrug 0,5571 ± 0,099 SD und die Nukleotid-Diversität (Pi) betrug 0,0160 ± 0,0042 SD. Die Mehrheit der resistenten Linien (67 %) trat in Hap-1 auf, andere verbleibende Haplotypen (Hap 2– 10) mit 33 % resistenten Linien, die jeweils charakteristische Nukleotidsubstitutionen in Bezug auf das Referenzgen PsMLO1 aufweisen; Genotypen dieser divergenten Haplotypen können in der Erbsenresistenzzüchtung verwendet werden, um genetische Homogenität und genetische Anfälligkeit zu vermeiden.

In dieser globalen Pandemie-Ära können wir klarstellen, dass die medizinischen Einrichtungen zur Priorität für den Lebensretter der gesamten Gemeinschaft werden. Auch wenn es sich hierbei um eine universelle Rede handelt, spielt die Landwirtschaft eine gleichberechtigte und wichtige Rolle für das Wohlergehen und den Lebensunterhalt der Menschen auf der ganzen Welt, um die gesamte Gemeinschaft zu ernähren. Wenn wir einen Blick zurück in die Geschichte bis zu dieser Pandemie werfen, können wir die Rolle verschiedener landwirtschaftlicher und gartenbaulicher Nutzpflanzen bei der Stärkung der Immunität gegen verschiedene Krankheiten näher erläutern, z. B. Kurkuma, Ajowan, Ingwer, Knoblauch, unter den Gemüsesorten Brokkoli (krebshemmend), Zitrone (Vit c), und alle grünen Blattgemüse (reich an Eisen). Die Pflanzen sind nicht nur für ihren Nährwert bekannt; sondern bieten den Landwirten auch Wirtschaft. Diese Pflanzen werden je nach ihren geografischen und klimatischen Bedingungen auf der ganzen Welt angebaut. Wenn wir unsere Reise im Nordwesten des Himalaya beginnen, achten wir auf die Erbsenpflanze (Pisum sativum), die seit vielen Jahrhunderten als grüne Schoten und Körner angebaut wird, um den Nährstoffbedarf und den wirtschaftlichen Aufschwung der Erzeuger zu decken. Aus ernährungsphysiologischer Sicht besteht die Erbsenpflanze aus Eiweiß (25 %), langsam verdaulicher Stärke (50 %), Zucker (12 %), Aminosäuren, Kohlenhydraten, Vitaminen (A und C), Kalzium und Phosphor1 sowie Lysin2. Ein interessantes Merkmal dieser Kulturpflanze, das ihren Wert als Gemüsepflanze erhöht: Sie kann in Dosen, eingefroren, dehydriert oder getrocknet werden und wird so zu einer Hülsenfrucht. Da es sich um monumentale Maßnahmen handelt, wurden mehrere vorbeugende Maßnahmen zum Pflanzenschutz ergriffen, die aufgrund biotischer und abiotischer Belastungen auftraten. Echter Erbsenmehltau ist einer der häufigsten biotischen Stressfaktoren, der durch Erysiphe pisi DC ex verursacht wird. Saint-Amans reduziert den Ernteertrag um bis zu 50 Prozent, indem es die Qualität und Quantität der grünen Schoten und trockenen Erbsensamen beeinträchtigt3,4. Die Bekämpfung dieser drastischen Krankheit wird zur Pflicht, da der Erreger nicht nur das Korn und die Schoten befällt, sondern auch das Blattwerk der Erbsen um bis zu 33–69 Prozent reduziert5. Banyal et al.6 entwickelten krankheitsresistente Sorten, indem sie die pathogene Variabilität von E. pisi bei verschiedenen Erbsensorten untersuchten. Diese resistenten Linien haben einen er-Locus (Erysiphe-resistent) mit einem MLO-Gen (verantwortlich für den Resistenzmechanismus in Erbsen), das mithilfe verschiedener molekularer Ansätze nachgewiesen wurde. Die vorliegende Untersuchung wurde daher durchgeführt, um das Vorhandensein des MLO-Gens bei ausgewählten resistenten Erbsensorten festzustellen und die Diversität des bei diesen resistenten Erbsensorten vorhandenen er-Gens zu entschlüsseln.

Morphologische Eigenschaften, nämlich Hyphen, Konidien, Konidiophoren, Konidiengröße und Konidiophor-Fußzellen, wurden an den abgelösten Blättern des Wirts unter Verwendung eines Stereozoom-Mikroskops untersucht (Abb. 1; Tabelle 1). Attanayake et al.7 beschrieben zwei Gruppen von mit Mehltau infizierten Erbsenpathogenen in einer Kombination aus morphologischen und molekularen Merkmalen. Die PCR-Amplifikation ergab ein Amplikon von etwa ~ 560 bp (Abb. 2), das vor der Sequenzierung weiter gelgereinigt und lyophilisiert wurde. Die BLAST-Analyse der Sequenzen der Testisolate P-1 (aus Erbse) und P-2 (aus Klee) zeigte, dass beide Stämme in die phylogenetische Linie der Gattung Erysiphe zusammen mit den Arten pisi und trifolii eingeordnet wurden (Abb . 2) (https://v3.boldsystems.org/index.php/IDS_BlastRequest). Der 18S-rRNA-Sequenzstamm wurde in der NCBI GeneBank hinterlegt (Zugangsnummern KX455922 bzw. KX455923).

Kleistothecien von Erysiphe pisi, die Erbsenmehltau verursachen, werden während der sexuellen Fortpflanzung gebildet, erscheinen als kugelförmige, gesellige, dunkelbraune Farbe mit einem Durchmesser von etwa 87,5–133 µm und sind im Myzelnetz verteilt.

rDNA-Region amplifiziert mit Erysiphe-spezifischen Primern – EryF(5'-TACAGAGTGCGAGGCTCAGTCG-3') EryR (5'-GGTCAACCTGTGATCCATGTGACTGG-3') (M: 1 Kb Leiter; Pilzisolate (P1-P24 UPPER) P-1 und P-2 zusammen mit der Baumphylogenie von P-1: Erysiphe pisi, P-2: Erysiphe trifolii (UNTEN).

Zuvor wurde ein Screening durchgeführt und ausgewählte 3 resistente Linien mit JI-2302 (er1) und JI-2480 (er2) in 8 Kreuzkombinationen gekreuzt, nämlich JI-2480 × Acacia, JI-2480 × PMR-10, JI- 2480 × EC-381866–1, JI-2480 × Lincoln, JI-2302 × Acacia, JI-2302 × PMR-10, JI-2302 × EC-381866–1 und JI-2302 × Lincoln unter Netzhaus und Gewächshaus und Beschreibung der Infektion beobachtet6. Die Resistenz wurde bei den meisten Sorten aufgrund des Vorhandenseins des er1-Gens bestimmt (Tabelle 2). Wir wählen daher das er1-Gen für weitere Studien aus.

Für die RNA-Extraktion wurden insgesamt 50 Erbsenlinien verwendet (Abb. 3). Aus RNA hergestellte cDNA wurde durch spezifische Primer, die in den Materialien und Methoden erwähnt werden, weiter amplifiziert. Um dies zu erreichen, wurden viele Male wiederholte PCRs in allen Proben durchgeführt, um das Protokoll zu standardisieren. Von 50 Linien war eine Amplifikation mit den Primern 3F und 3R möglich, die 40 Amplifikate variabler Größe (300–325 bp) erzeugten, was darauf abzielte, dass das er1-Gen nur in diesen Linien vorhanden war. (Tabelle 3; Abb. 3).

Amplifikation von DNA-Fragmenten (1–40) ausgewählter Erbsenlinien. Die Amplifikation war mit den Primern Primer PsMLO3F und PsMLO3R möglich und erzeugte 40 Amplifikate variabler Größe (300–325 bp) in verschiedenen verwendeten Genotypen. L = Leiter (100 bp).

BLAST N-Suche nach der Homologie aller Sequenzen des er1-Gens entspricht dem in Pisum sativum MLO1 (MLO1) vorhandenen mRNA, vollständige cds; Homologie fragt Werte ≥ 90 % und E-Werte nahe 0 für die Nucleotide-Blast-Analyse ab. Phylogenetische Analysen trennten die Erbsenakzessionen in drei Gruppen. Die Hauptgruppe A umfasste 32 Akzessionen und die restlichen 8 Akzessionen wurden als 6 bzw. 2 in den Gruppen B bzw. C gruppiert. Der erhaltene Baum wurde dann im Newick-Format gespeichert und das Programm Fig Tree zur Baumdarstellung verwendet (Abb. 4) (http://tree.bio.ed.ac.uk/software/figtree/).

NJ-Baum basierend auf MLO-Sequenzen. Posterior-Wahrscheinlichkeiten der Hauptkladen über 0,93 (a) und Bootstrap-Werte in % (b) werden an den Knoten (100) angezeigt. Die Bezeichnung umfasst die Nummer und den Namen der Erbsenlinien.

Insgesamt wurden 11 Haplotypen erhalten und die Häufigkeit der Haplotypen lag zwischen 1 und 24. Hap-1 war der am häufigsten vorkommende Haplotyp und repräsentierte 24 Genotypen, einschließlich des Referenzgenotyps (FJ463618.1). Die übrigen Haplotypen wurden durch einen einzigen Genotyp repräsentiert, mit Ausnahme von Hap-4, der durch 3 Genotypen repräsentiert wird (Tabelle 4). Das Hap-1 mit 23 Genotypen zeigte eine 100-prozentige Ähnlichkeit mit dem Referenzgenotyp (FJ463618.1) und weist daher keine Basensubstitution gegenüber PsMLO1 auf, wohingegen Hap-2, 3, 4, 5, 6, 7, 8, 9 , 10 und 11 haben 9, 5, 1, 6, 6, 16, 15, 14, 13 bzw. 6 Basensubstitutionen.

Die Analyse polymorpher Stellen wurde mit DNAsp VI durchgeführt und es wurden insgesamt 36 Sequenzen mit insgesamt 198 variablen Stellen verwendet. Zu den 47 polymorphen Standorten gehörten 18 Singleton-Variablenstandorte, von denen 17 zwei Varianten und einer drei Varianten aufwiesen. Es gab 29 Parsimony-Informationsseiten, davon 26 mit zwei Varianten und drei mit drei Varianten. Die Analyse polymorpher Stellen wurde mittels Mehrfachsequenz-Alignment weiter im Detail untersucht. Das Multiple Sequence Alignment wurde in MEGA-(Software) mit dem Tool Clustal W8 durchgeführt. Jeder Haplotyp der bewerteten resistenten Erbsengenotypen wurde mit dem Referenzgenotyp für jede Stelle mit Ersatz, Löschung und Hinzufügung verglichen (Abb. 5).

Sequenzalignment des MLO-Gens (906–1229 bp) von Erbsenakzessionen, die gegen Mehltau resistent sind und zum Haplotyp 1–11 gehören, mit der Referenzsequenz FJ463618.1.

Die Haplotyp-Diversität wurde unter Verwendung von DNAsp VI berechnet, wobei die Haplotyp-(Gen-)Diversität 0,5571 und die Nukleotid-Diversität (pro Standort) 0,01606 betrug (Tabelle 5). Der Tajima-Test erwies sich mit Tajimas D-2,09021 bei P < 0,05 ebenfalls als statistisch signifikant. Ein Median-Joining-Netzwerk, abgeleitet aus 40 Sequenzsätzen mit 33 Nr. der aktiven Haplotypen wurde gezeichnet. Für Epsilon (e = 0) wurde der Wert Null festgelegt, um spärliche Netzwerke schnell oder inkrementell zu berechnen. Die maximale Anzahl. Mutationen (29) wurden bei Zeichen 941 gefunden und die geringste Anzahl davon. der Mutationen (1) lagen bei den Zeichen 992–1190 (Abb. 6).

Medianes Verbindungsnetzwerk mit medianem Vektor (rote Farbpunkte), mutierten Zeichen (rote Farbtaxa) und Sequenzhäufigkeit (gelbe Farbpunkte).

Hülsenfrüchte sind nach Getreide die am häufigsten angebauten Nutzpflanzen, und die Ackererbse (Pisum sativum) ist eine der am häufigsten angebauten Nutzpflanzen9. Bisher wurden verschiedene Forschungsstudien zur Bekämpfung von Mehltau bei Erbsenpflanzen durchgeführt10,11,12. Für eine langfristige Bewirtschaftung und Steigerung der Ertragsproduktion ist die Entwicklung genetisch resistenter Kulturpflanzen erforderlich13. Darüber hinaus ist die Kenntnis der Keimplasma-Ressourcen und ertragsbestimmenden Merkmale erforderlich, um die genetische Vielfalt zu verstehen14. Da wir durch die Literaturrecherche die Bedeutung dieser Gemüsepflanze kannten, setzten wir unsere Untersuchung fort, indem wir die Diversität pathogenresistenter Erbsenlinien an er-Loci15 ermittelten, die in vitro gescreent wurden16. Die Sammlung und DNA-Profilierung des Erbsenpathogens17,18, der Mehltau verursacht, entspricht der Gattung Erysiphe mit den Arten pisi bzw. trifoli7,19,20. Die nordwestliche Himalaya-Region ist der am weitesten verbreitete Hotspot für Echten Mehltau16. Das sexuelle Stadium eines Krankheitserregers (Kleistothekien) wird häufig nur in der trockenen gemäßigten Zone gebildet21, was auf das Vorhandensein der pathogenen Virulenz von E. pisi in der Zone IV des Himalaya hinweist. Die Untersuchung der pathogenen Variabilität von E. pisi ist für die Züchtung resistenter Sorten von größter Bedeutung. Die resistenten Sorten entwickelten sich gegen Erbsenmehltau und wurden nach kurzer Zeit anfällig, was auf die Existenz und Selektion für die Entstehung neuer E. pisi-Virulenz hinweist. Die Untersuchung der pathogenen Variabilität war daher für die erfolgreiche Behandlung der Krankheit durch die Identifizierung, Entwicklung und den Einsatz von Resistenzquellen/-sorten in einer bestimmten geografischen Situation erforderlich6,22. Dies könnte für uns sowohl in Bezug auf die Züchtung als auch in Bezug auf die Erhaltungsaspekte des Programms zur Verbesserung des Erbsenanbaus von großem Nutzen sein. Experimentelle Ergebnisse zeigten, dass die gescreenten Sorten (mit Erysiphe pisi-Resistenzgen) bei der Kreuzung mit Trägern (JI-2302, JI-2480 (er1 und er2)) durch die Resistenz eines einzelnen er1-Gens aus der resistenten Trägerlinie JI-2302 gesteuert wurden (er1)12,23,24,25,26. Die Gene er1 und er2 können als wichtige natürliche Resistenzbasen10,27,28,29 gegen den Erreger des Echten Mehltaus angesehen werden und somit in nachfolgende Erbsenlinien eingeschleppt werden. Obwohl das er2-Gen ebenfalls übertragen wurde Resistenz zeigten die größten Erbsensorten das Vorhandensein des er1-Gens, das Resistenz gegen Mehltau verleiht12,25,26. Das in resistenten Erbsenlinien erhaltene er1-Gen wurde mithilfe eines molekularen Ansatzes weiter sichergestellt30,31,32,33. Frühere Entdeckungen brachten uns das Wissen einer natürlich vorkommenden Zufallsmutagenese am Mildew Locus O (MLO) in vielen Monokotyledonen/Dikotyledonen34, die zu natürlichen Mutationen mit Funktionsverlust führte. Berichten zufolge ist diese Mutation für den Wirt von Vorteil, da sie die Pilzinvasion im ersten Schritt beendet und so eine Resistenz erzeugt . Im Fall von Pisum sativum sorgt das in der Kulturpflanze vorhandene PsMLO1-Gen für eine breite und dauerhafte Resistenz gegen den Erreger des Echten Mehltaus35 und fungiert somit wie ein Kandidatengen, um die Alleldiversität unter resistenten Erbsenlinien aufzudecken. Die Amplifikation mit Primern (PsMLO3FP und PsMLO3R) ergab, dass die Kandidaten in den frühen Stadien der E. pisi-Infektion identifiziert werden können36. Bei Tomaten37, Gerste38, Pfeffer39 und Weinrebe40,41 erhöhte sich die Resistenzgenexpression als Reaktion auf den Erreger innerhalb der ersten 24 Stunden und ein Resistenzpeak wurde nach etwa 6 Stunden erreicht. In ähnlicher Weise entwickelte sich nach einer Infektion mit E. pisi die Resistenz in Erbsenlinien nach 4–8 Tagen, was morphologisch beobachtet wurde, und es wurden Resistenz- und Anfälligkeitsraten aufgezeichnet42. Während der phylogenetischen Analyse stellten wir fest, dass die meisten er1-Gensequenzen dem Referenzgen (Pisum sativum MLO1) entsprachen, von dem die größte Gruppe aus der Hauptgruppe A besteht und einer Ähnlichkeit von ≥ 90 % mit Pisum sativum MLO1-Sequenzen entspricht43,44. Es wurde festgestellt, dass die Ergebnisse mit den Ergebnissen vieler Mitarbeiter übereinstimmten35,37. Der Beitritt von Erbsenlinien in einer Hauptgruppe der Gruppe A (Abb. 4) mit den MLO1-Sequenzen (analog zum er-1-Gen) kann somit direkt in zukünftigen Zuchtprogrammen verwendet werden. Laut NIH (National Human Genome Research) sind Haplotypen Allelkombinationen (einfach/mehrfach), bei denen der Polymorphismus sehr nahe zwischen den Genen liegt und somit ohne Rekombination zusammen vererbt wird und anschließend in genetischen Studien verwendet wird. Der haplotypbasierte Ansatz zur Identifizierung der genetischen Vielfalt in Brotweizensorten (Triticum aestivum) wurde von vielen Wissenschaftlern umfassend genutzt45 und hat sich daher zu einer nützlichen Technik in Programmen zur Verbesserung von Nutzpflanzen entwickelt. Wir fanden insgesamt 11 Haplotypgruppen, bei denen die Häufigkeit der Haplotypen zwischen 1 und 24 lag. Unter diesen Gruppen war Hap-1 der am häufigsten vorkommende Haplotyp und repräsentierte 23 Genotypen, einschließlich des Referenzgenotyps (FJ463618.1), der keine Base aufwies Ersatz für PsMLO1. Die Genotypen mit dem in Hap-1 gruppierten er1-Gen stellen die resistenten Allele dar, die von resistenten Trägern stammen, die ohne jegliche Substitutionen miteinander verbunden sind. Im Fall von Hap-2, 3, 4, 5, 6, 7, 8, 9, 10 und 11 fanden wir Basensubstitutionen von 9, 5, 1, 6, 6, 16, 15, 14, 13 und 6 bzw. am MLO-Locus, was die Diversität der er1-Gensubstitutionen zeigt (Abb. 5). Jeder Haplotyp der bewerteten resistenten Erbsengenotypen wurde mit dem Referenzgenotyp für jede Stelle mit Ersatz, Löschung und Hinzufügung verglichen. Die Genotypen dieser divergenten Haplotypen können in der Erbsenresistenzzüchtung verwendet werden, um genetische Homogenität und genetische Anfälligkeit zu vermeiden. Im Obstanbau können divergente Sorten zur Domestizierung früh und spät reifender Sorten in Litschi verwendet werden46. Statistische Berechnungen ergaben eine Haplotyp-Diversität von 0,5571 ± 0,099 SD und eine Nukleotid-Diversität (Pi) von 0,0160 ± 0,0042 SD. Ein niedriger Wert von nd (0,01606) und ein negativer Wert von Tajimas D -2,09021 bei P < 0,05 (statistisch signifikant) zeigten, dass diese resistenten Linien nicht durch Umweltbedingungen beeinflusst werden können. Es wurde festgestellt, dass die Nukleotiddiversität (nd) der kultivierten Sorten koreanischer Reisakzessionen (weedy = 0,0102, landrace = 0,0093 und bred = 0,0066) geringer war, was keine Verringerung der Diversität während der Domestikation zeigte47. Zur Veranschaulichung der molekularen Daten für intraspezifische Studien wurden bisher verschiedene Haplotyp-Netzwerke verwendet 48. Vereinfacht ausgedrückt bieten diese Netzwerke Einblicke in die Populationsstruktur, Migration und Entstehung neuer Arten49. Hier zeichnen wir ein Median-Joining-Netzwerk (MJN) von Haplotypen mit mutierten Charakteren (Abb. 6). In der Literatur wurde bestätigt, dass die MJ-Methode am wenigsten nein erforderte. von Mutationen, die eine gute Genealogie ergaben50. Dieser MJ-Ansatz funktionierte auch ordnungsgemäß, wenn die Haplotypen vergleichsweise weit entfernt waren51 und zeigte einen guten Netzwerkaufbau bei niedrigen Substitutionsraten52. Kong et al.53 diskutierten die Verwendung von Median-Joining-Netzwerken im Bereich der Evolutionsbiologie. Unser MJN-Netzwerk zeigte das Vorhandensein des er1-Gens in der großen Mehrheit der Linien, die einen identischen Haplotyp mit dem PSMLO1-Referenzgen hatten, was darauf hindeutet, dass diese Linien von einem gemeinsamen Vorfahren abstammen.

Alle gesammelten Materialien und die für die Forschung konzipierte Methodik entsprachen den einschlägigen Richtlinien und Vorschriften.

Insgesamt wurden 24 Isolate des pathogenverursachenden Echten Mehltaus im Nordwest-Himalaya gesammelt, wobei die meisten Isolate an 15 verschiedenen Standorten in der Trans-Himalaya-Region Lahul Spiti gesammelt wurden. Diese wurden gereinigt und für weitere Studien in einem Gewächshaus aufbewahrt. Der Erreger des Erbsenmehltaus wurde anhand morphologischer Merkmale identifiziert, nämlich Hyphen, Konidien, Konidiophoren, Konidiengröße und Konidiophor-Fußzellen. Darüber hinaus wurde eine mehrphasige Analyse des Stammes in der ITS-Region (Internal Transscribed Spacer) der ribosomalen Kern-DNA (rDNA) durchgeführt. Die erhaltene Sequenz wurde der NCBI-Genbank zur Hinterlegungsnummer vorgelegt.

Das Screening auf Resistenz gegen identifizierte Pilzerreger wurde anhand einer Gruppe von 310 Erbsenlinien durchgeführt, die exotisches und einheimisches Keimplasma aus verschiedenen Quellen (CSK HPKV Palampur, NBPGR New Delhi, PAU Ludhiana und IIPR Kanpur) umfassten und sowohl im Netzhaus als auch im Netz bewertet wurden abgelöste Blätter unter In-vitro-Bedingungen54. Die identifizierten resistenten und anfälligen Linien wurden mit den bekannten rezessiven Genen er1 und er2 gekreuzt, die in den Linien JI-2302 (er1) und JI-2480 (er2) unter Gewächshausvorkommen vorhanden sind. Darüber hinaus wurden Sorten mit Resistenz gegen die jeweiligen er-Gene ausgewählt, um die Alleldiversität am er-Locus zu bestimmen.

Insgesamt 50 Erbsenlinien wurden für die RNA-Isolierung mithilfe der Trizol-Methode55 ausgewählt. RNA wurde aus frischen Blättern (ohne Inokulation mit Erysiphe pisi) und inokulierten Blättern nach 4 und 8 Tagen Pilzinokulation (Erysiphe pisi) extrahiert.

40 µg RNA wurden für die cDNA-Amplifikation unter Verwendung eines Reverse-Transkriptase-Enhancers, 5 × cDNA-Puffer, dNTP-Mix (jeweils 5 mm) und Verso-Enzym gemäß den Anweisungen im Verso-Enzym-cDNA-Kit verwendet. Das PCR-Reaktionsgemisch wurde 30 Minuten lang bei 42 °C inkubiert. Darüber hinaus wurde die Reaktion 2 Minuten lang bei 95 °C beendet. Zur Amplifikation der cDNA wurden PCR-Platten mit einer Reaktionsmischung gefüllt, die 5X Puffer, 25 mM MgCl2, 10 mM dNTPs, 0,5 mM jedes spezifisch entwickelten PsMLO-Primers (Tabelle 6) und 5U Taq-DNA-Polymerase mit Template-cDNA enthielt. Das Amplifikationsprofil bestand aus 1 Zyklus bei 95 °C/5 Min.; 37 Zyklen bei 95 °C/30 s, 50 °C/die 30 s und 72 °C/1 min 20 s; 1 Zyklus bei 72 °C/7 Min.; bei 4 °C/∞ halten. Die PCR-Produkte wurden auf Agarosegel (1,2 %) aufgetrennt und die Zielamplikons wurden bei SciGenome Labs Private Ltd. Cochin, Kerala – INDIEN gereinigt und sequenziert.

Die Homologie von Gensequenzen wurde mithilfe von Online-Bioinformatik-Tools analysiert, die in der NCBI-Datenbank im FASTA-Programm verfügbar sind. BLASTN wurde für den Sequenzvergleich in der NCBI-Genomdatenbank (http://www.ncbi.nlm.nih.gov/blast/Blast.cgi) verwendet. Die phylogenetische Analyse wurde in MEGA 5.056 durchgeführt und genetische Parameter wie Haplotyp-Diversität und Gesamtzahl der Mutationen sowie Indel-Polymorphismus wurden mit DnaSP Version 5.1057 berechnet. Netzwerk v 4.61 wurde verwendet, um ein Median-Joining (MJ)58-Netzwerk der Haplotypen zu erstellen (http://www.fluxus-engineering.com).

Zur Bekämpfung von Pilzkrankheiten in Nutzpflanzen werden häufig viele Strategien eingesetzt, darunter sowohl konventionelle als auch unkonventionelle Ansätze. Durch unsere Forschung haben wir die resistenten Sorten in Erbsenkulturen identifiziert, die den Bedarf von Klein- und Kleinbauern decken und den Einsatz von Chemikalien auf kontrollierte Weise reduzieren.

Die während der aktuellen Studie analysierten Datensätze sind im NCBI Nucleotide Repository verfügbar, https://www.ncbi.nlm.nih.gov/nuccore/1131300078, https://www.ncbi.nlm.nih.gov/nuccore/1131300079 mit den Zugangsnummern GenBank: KX455922.1 bzw. GenBank: KX455923.1.

Eine Korrektur zu diesem Artikel wurde veröffentlicht: https://doi.org/10.1038/s41598-022-25312-0

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Die Autoren danken der Förderagentur SERB, Ministerium für Wissenschaft und Technologie, Abteilung für Wissenschaft und Technologie, Neu-Delhi, für die finanzielle Unterstützung während des gesamten Zeitraums bis zum Abschluss der Forschung.

Abteilung für Pflanzenpathologie, COA, CSKHPKV, Palampur, HP, 176061, Indien

Devinder K. Banyal, Himisha Dixit, Anudeep B. Malannavar und Nisha Thakur

Dr. YSPUHF, KVK, Chamba, HP, 17512, Indien

Jai Chaudhary

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Alle Autoren haben jeden Forschungsschritt gleichermaßen unter der Aufsicht des DKB (Professor und Leiter, COA, Abteilung für Pflanzenpathologie, CSKHPKV, Palampur (HP)) durchgeführt. Der entsprechende Autor hat die Forschung abgeschlossen und das vollständige Manuskript verfasst, das von allen Autoren eingesehen wurde .

Korrespondenz mit Nisha Thakur.

Die Autoren geben an, dass keine Interessenkonflikte bestehen.

Springer Nature bleibt neutral hinsichtlich der Zuständigkeitsansprüche in veröffentlichten Karten und institutionellen Zugehörigkeiten.

Die ursprüngliche Online-Version dieses Artikels wurde überarbeitet: In der Originalversion dieses Artikels war Himisha Dixit fälschlicherweise mit „Centre for Computational Biology and Bioinformatics, School of Life Sciences, Central University of Himachal Pradesh, TAB Shahpur, Kangra, HP, 176206“ verbunden , Indien'. Die korrekte Zugehörigkeit ist hier aufgeführt. Abteilung für Pflanzenpathologie, COA, CSKHPKV, Palampur, HP, 176061, Indien.

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Nachdrucke und Genehmigungen

Banyal, DK, Dixit, H., Chaudhary, J. et al. Entschlüsselung der Diversität an Orten zur Diversifizierung der Mehltauresistenz bei Erbsen. Sci Rep 12, 16037 (2022). https://doi.org/10.1038/s41598-022-19894-y

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Eingegangen: 07. Januar 2022

Angenommen: 06. September 2022

Veröffentlicht: 26. September 2022

DOI: https://doi.org/10.1038/s41598-022-19894-y

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